PROTOCOLO PARA CANINOS EN OVARIO-HISTERECTOMÍA UTILIZANDO PROPOFOL COMO INDUCTOR Y SEVOFLUORANO EN MANTENCIÓN DE LA ANESTESIA, CON   USO XILACINA-ATROPINA COMO PREANESTÉSICO.

INTRODUCCION
En la anestesia general se debe seguir un “protocolo anestésico”, esto es un conjunto de técnicas anestésicas y farmacológicas seleccionadas por el médico especialista; cuyas técnicas serán utilizadas dependiendo de diversos factores a considerar; tales como son el tipo de intervención, estado físico del paciente, costos y disponibilidad de los fármacos, preferencia del especialista, entre otros.
Independiente del protocolo elegido, cualquier técnica anestésica se puede dividir en las siguientes fases (Mckelvey, Hollingshead, 2003): Preanestesia, Inducción,

Mantención y Recuperación.
En este estudio se utilizaron como protocolo anestésico y analgésico los siguientes fármacos: xilacina - atropina para preanestesia; propofol  como anestésico inductor; sevofluorano en anestesia de mantención y flunixin meglumine para analgesia. Se describieron los efectos anestésicos presentes en hembras caninas sometidas a ovario-histerectomía, obteniendo así un modelo anestésico. Para esto se realizó un registro de los cambios producidos en las constantes fisiológicas del paciente durante la anestesia, además se determinó el tiempo de inducción, tiempo de anestesia quirúrgica, tiempo de depresión y recuperación de reflejos (palpebral y tusígeno) producido por la combinación de fármacos.
Flunixin meglumine:El flunixin meglumine es un AINE (analgésico antiinflamatorio no esteroidal) con actividad analgésica y antipirética (Booth, 1988). Químicamente el flunixin meglumine es el ácido 3-piridina-carboxílico. Se trata de un derivado del ácido nicotínico, se describe como un potente agente analgésico y se ha utilizado para tratar el dolor que solo puede responder a opiáceos (Adams, 2003).
Su mecanismo de acción consiste en inhibir COX 1 y bloquear mediadores eicosanoides y prostaglandina. El comienzo de la acción tras la administración de flunixin meglumine es de 2 horas, siendo el efecto máximo a las 12 a 16 horas y la duración de la acción de 24-36 horas. La aparición de toxicidad gastrointestinal limita su uso en perros a 2-3 días (Adams, 2003).
Sulfato de atropina: es un fármaco antimuscarínico, alcaloide natural, ester del ácido trópico y de una base nitrogenada terciaria. Este  alcaloide se encuentra en las plantas Atropa belladona y datura estramonium que pertenecen a la familia de las Solanaceaes, siendo la atropina una mezcla racémica de D-hiosciamina y L-hiosciamina (Flores, Armijo, Mediavila, 2003).  
El sulfato de atropina se une a los receptores muscarínicos de las células efectoras evitando que la acetilcolina se fije al área receptora. Las respuestas fisiológicas a los impulsos nerviosos parasimpáticos están atenuadas por ello (Adams, 2003).        
Xilacina: químicamente la xilacina es el clorhidrato de 2(2,6-dimetilfenilamino)-4H-5,6-dihidro-1.3-tiazina, esta se sintetizó en 1962 y se denominó Bay Va 1470. Este fármaco es un derivado de la tiazina, clasificado como agonista alfa-2-adrenérgico; provoca una disminución de los niveles del neurotransmisor norepinefrina, liberado en el cerebro, causando así sedación y analgesia (aproximadamente 20 minutos), además de una relajación muscular provocada por los efectos inhibitorios en el Sistema Nervioso Central (Booth, 1988).La xilacina no es un agente neuroléptico, ni tranquilizante, ni anestésico. La xilacina es un potente agonista ά2-adrenérgico. Actúa sobre el sistema nervioso central por activación o estimulación de los ά-adrenoreceptores, tales como los receptores ά2-adrenergicos; disminuye la descarga simpática y reduce la liberación de noradrenalina. Por estimulación central de los receptores ά2-adrenérgico la xilacina posee una potente actividad antinociceptiva o analgésica (Adams, 2003).
Propofol: el propofol es un alquil-fenol (2,6 di-isopropilfenol), aparece en el año 1989, es un agente anestésico inyectable, altamente lipofílico, puede usarse para la inducción o el mantenimiento de la anestesia y se administra intravenosamente de manera continua en goteo o como bolo intermitente  (Flores, Armijo, Mediavila, 2003).   
La presentación actual está compuesta por una emulsión acuosa de propofol al 1% que contiene, además, un 10% de aceite de semilla de soja, 1,2% de lecitina de huevo y un 2,25% de glicerol e hidróxido sódico (para ajustar el pH). Se presenta en ampollas y frascos estériles sin conservantes. Sin embargo, esta formulación es un excelente medio de cultivo para bacterias, levaduras y hongos y la producción de endotoxinas (Arduino, Bland, Mcallister et al., 1991).
El propofol se comporta como un aceite a temperatura ambiente y es insoluble en agua pero altamente soluble en lípidos. Es estable a temperatura ambiente y no es sensible a la luz (Adams, 2003).  
La duración del efecto del propofol es muy breve y la recuperación después de una dosis única o tras infusión continua es muy rápida, suave  y con confusión postoperatoria mínima (Flores, Armijo, Mediavila, 2003).   
La metabolización corporal total del propofol es rápida y excede el flujo sanguíneo hepático, sugiriendo un metabolismo extrahepático. La localización del metabolismo extrahepático no se conoce, pero se ha demostrado que el tejido pulmonar contribuye al metabolismo del propofol en gatos (Matot et al., 1993) y en ovejas (Mather et al., 1989). Sin embargo, pueden existir diferencias interespecíficas en cuanto a la localización y actividad del metabolismo extrahepático. El propofol es metabolizado para formar glucorónido y sulfato conjugados, dando lugar sólo a pequeñas cantidades de otros compuestos. La ruta principal de excreción es la orina, encontrándose cantidades despreciables en heces (Simons et al., 1991) (Adams, 2003).  
El efecto del propofol es dependiente de la dosis y existe una buena correlación entre los niveles plasmáticos y el grado de sedación (Flores, Armijo, Mediavila, 2003).   Sevofluorano: el sevofluorano (fluorometil-2, 2, 2-trifluoro-1-(trifluorometil) etil éter) es un anestésico inhalatorio líquido no inflamable, no explosivo, de olor agradable (Abbot laboratorios, 1995).
Las características particularmente notables del sevofluorano incluyen (Abbot laboratorios, 1995): el olor agradable, no irritante permite la inducción con máscara, su punto de ebullición es comparable al de halotano, isofluorano, enfluorano y más alto de que el desfluorano, es no explosivo, su presión de vapor es comparable a la de halotano y enfluorano, siendo además menor que la del desfluorano, no requiere ningún aditivo  o preservante, no reacciona con ninguno de los metales que hacen parte normal del equipo de anestesia, finalmente los bajos coeficientes sangre/gas y tejido/sangre de sevofluorano contribuyen a un control preciso de la concentración alveolar de anestésico, un rápido incremento en la concentración alveolar de anestésico durante la inducción y una rápida recuperación de la anestesia.
Entre un 95 y un 98% de la cantidad de sevofluorano utilizado es eliminado a través de los pulmones; y sólo de un 2 a un 5% de la dosis absorbida es metabolizada (Belme, Wilke, Harder, 1999). Su metabolización es hepática (desfluorinización) (Martín et al. 1996), formándose los  metabolitos fluor y hexafluoroisopropanolol (HFIP) el cual es glucoronizado rápidamente (Martín et al., 1996; González 1997).
La desfluoración del sevofluorano parece estar predominantemente a cargo de la fracción 2E del citocromo P450; por lo tanto la desfluoración renal parece ser no significativa (Abbot laboratorios, 1995).
Una de las características del sevofluorano es la ausencia de irritabilidad hacia el sistema respiratorio y vías aéreas. Presenta menos purgencia, lo que combinado con su rápido comienzo de acción le proporcionan unas características deseables para la inducción anestésica (Frink and Brown, 1994).

MATERIALES Y METODO
El estudio se llevó a cabo en la Clínica veterinaria Full Animals, ubicada en Avenida Recoleta número 3552, comuna de Recoleta; se utilizaron 43 hembras caninas (Canis familiaris), cuyas edades fluctuaron entre los 1 a 6 años, sin distinción de raza, con condición corporal de 3 y  estado fisiológico óptimo (para no llevar a error el estudio).
Los pacientes ingresaron al pabellón de cirugía con un ayuno previo de 12-14 horas, se utilizó un protocolo analgésico, el cual consistió en la utilización de un fármaco derivado del ácido aminonicotínico llamado flunixin meglumine en dosis de 1,1mg/Kg aplicado por vía intramuscular, este se administró 3 horas antes de comenzar la intervención quirúrgica. Este fármaco se usó de manera preventiva, ya que los medicamentos utilizados en este estudio presentaban mínimas características analgésicas. Luego se tomaron las constantes fisiológicas del animal antes de realizar la premedicación con xilacina-atropina
Las dosis utilizadas para premedicar al paciente fueron:
• Xilacina al 2%: dosis 0.5mg / kilogramo de peso, por vía intramuscular. Este fue el primer fármaco utilizado en premedicación. 
• Atropina 1/1000: dosis de 0.02mg / kilogramo de peso, por vía intramuscular. Este fármaco se inyectó 10 minutos después de aplicada la xilacina o al momento en que la  xilacina provocó vómito. 
Luego de la administración de estas drogas se tomaron nuevamente las constantes fisiológicas, 10 minutos después de administrada la atropina. El siguiente paso fue rasurar el abdomen ventral desde el xifoides hasta el pubis, a su vez se realizó la tricotomía en la zona del miembro anterior derecho o izquierdo, sector  radio-cúbito, donde se ubica anatómicamente la vena Cefálica, de este modo se logró cateterizar al animal en busca de una vía de administración de fármacos intravenosos y de suero, específicamente Cloruro de sodio al 0.9%.
En la inducción de la anestesia se utilizó propofol en la siguiente dosis:
• Propofol 10mg/ml: en dosis de 5mg / kilogramo de peso. Este se administró de manera pausada hasta la inducción anestésica del animal, la cual fue señalada cuando el paciente presentó ausencia de reflejos tales como el  palpebral y tusígeno. Una vez inducido el paciente se procedió a introducir un tubo de respiración (tubo endotraqueal) en el tracto respiratorio. Este permitirá la vehiculización del oxígeno y fármacos tales como el sevofluorano en mantención 1-3%. Después de esto se realizará  la inmovilización del animal sobre la mesa de cirugía.
• Sevofluorano  1-3%: Este valor depende de la concentración inspirada, la cual es medida a través del uso de vaporizadores de precisión, específicos, y termocompensados, también depende de la Concentración Alveolar Mínima (CAM) que en la práctica se entiende como la unidad de dosificación de un anestésico inhalatorio capaz de producir inmovilidad en el 50% de los individuos sometidos a un estímulo doloroso supramaximal a una presión de 1 atmósfera.
Al entrar en la anestesia profunda se tomaron el tiempo de inducción, la hora de inicio de la anestesia y las constantes fisiológicas del animal cada 5 minutos; al concluir se anotó la hora de término de la anestesia. Las constantes fisiológicas se midieron hasta que el animal adoptó la posición decúbito esternal, lo que era indicativo del término de la intervención quirúrgica.

Medición de variables:
• El tiempo de inducción con propofol
• El tiempo de anestesia quirúrgica con sevofluorano
• Tiempo total de anestesia

RESULTADOS
Presentación de resultados para Preanestesia xilacina-atropina:
Tabla Nº 1


Tabla Nº 2


Tabla Nº 3


Presentación de resultados para anestesia inducción con propofol:
Tabla Nº 1


Figura 1: Gráfico de frecuencia cardíaca en inducción anestésica


Tabla Nº 2


Figura 2: Gráfico de frecuencia respiratoria en inducción anestésica.


Tabla Nº 3


Figura 3: Gráfico de temperatura en inducción anestésica.


Tabla Nº 4


Figura 4: Gráfico de oximetría de pulso en inducción anestésica.


Presentación de resultados para anestesia mantención con sevofluorano.
Tabla Nº 1


Figura 8: Gráfico de frecuencia cardíaca en mantención anestésica.


Tabla Nº 2


Figura 9: Gráfico de frecuencia respiratoria en mantención anestésica.


Tabla Nº 3


Figura 10: Gráfico de temperatura en mantención anestésica.


Tabla Nº 4


Figura 11: Gráfico de oximetría de pulso en mantención anestésica.


Tabla Nº 5


Figura 12: Gráfico de vaporización en mantención anestésica.


Presentación de Resultados de Efectos Secundarios:
Tabla Nº 1


Presentación de Resultados de Conductas Anestésicas: Pérdida de reflejos en inducción anestésica: Se indica que mientras mayor es el peso corporal del animal, más lento es el proceso de pérdida de  reflejo palpebral y tusígeno.
Recuperación de reflejos en post-anestesia:Se  indica una leve diferencia en la recuperación del reflejo palpebral y tusígeno.

Presentación de Resultados de Variables:
Tiempo inducción con propofol: El tiempo de inducción con propofol en los pacientes desde 5 a 15 kilos sometidos a este fármaco tuvo sus valores máximo y mínimo en  120 y 21 segundos respectivamente; en los pacientes desde 16 a 25 kilos los valores máximo y mínimo se encontraron en  81 y 29 segundos respectivamente; en los pacientes desde 26 a 35 kilos los valores máximo y mínimo dieron  74 y 48 segundos respectivamente. Por ende la variable se mantuvo entre 120 y 21 segundos. La inducción promedio con propofol en 43 animales sometidos a este alquil-fenol es de 52.9 segundos.
Tiempo recuperación de anestesia:
El tiempo recuperación, es decir, desde el corte de sevofluorano hasta que el animal se encuentra en decúbito esternal, fue medido por pesos, se obtuvieron  sus valores máximos y mínimos, entre 5 a 15 kilos fueron de  27 y 11 minutos respectivamente; entre 16 a 25 kilos fueron de 29 y 14 minutos respectivamente; entre 26 a 35 kilos fueron de 26 y 13 minutos respectivamente. La variable de los 43 pacientes se mantuvo entre 29 y 11 minutos. El tiempo promedio fue de 18,97 minutos.

DISCUSION
En la preanestesia se observó un leve aumento de la frecuencia cardíaca para los distintos pacientes, aumentando en menor proporción en los animales mayores de 26 kilos de peso y en mayor proporción en los pacientes que pesaban desde 16 a 25 kilogramos de peso. Esto se reafirma con lo dicho por Adams (2003): la taquicardia es el efecto dominante, la facilidad con que la atropina produce taquicardia es dependiente, al menos en parte, del tono vagal de cada paciente; Jacobson y Col, 1995 (scielo.cl, 2005) argumentan que la xilacina provoca una hipotensión y bradicardia. Esto contrarrestaría el efecto de la atropina y por ende la frecuencia cardiaca debería mantenerse en parámetros normales.
Según Adams (2003), la atropina bloquea los efectos de los impulsos colinérgicos y por ello disminuyen las secreciones y aumentan el diámetro luminar de los bronquiolos. Esto concuerda con la frecuencia respiratoria observada en la preanestesia, la cual se mantiene muy uniforme y en un rango normal; sin embargo según Muir y Hubbell (1992) (scielo.cl, 2005) la xilacina deprime el centro respiratorio, reduce el volumen de inspiración y la frecuencia respiratoria, con un descenso global en el volumen-minuto, cuando se administra intravenosa en dosis elevadas, lo que no ocurre en este estudio, dado que la dosis de xilacina se manejó dentro de los rangos normales y su administración se hizo por vía intramuscular.
Se observa que la temperatura experimenta un descenso gradual en todo el protocolo anestésico (preanestesia, inducción anestésica y mantención anestésica), expresando su mayor disminución en los pacientes de 5 a 15 kilos de peso. La disminución de temperatura posee muchos factores, entre otros, se produce por existir una pérdida de calor corporal a consecuencia de la vasodilatación periférica y disminución del metabolismo del animal. En este estudio en particular se trabajó con un aislante térmico en la mesa de cirugía y se administró calor a los animales por medio de un ventilador termorregulado.  En la inducción y mantención anestésica la frecuencia cardíaca fluctúa entre bajos y altos rangos, aumenta levemente al usar propofol y disminuye al utilizar sevofluorano, por ende se mantiene inestable en los pacientes de peso 5 a 15 y 16 a 25 kilos de peso; diferente es el caso de los pacientes que se encuentran en rangos de 26 a 35 kilos, ya que en estos animales la frecuencia cardíaca tiende a ir en un leve aumento al usar ambos fármacos. Esto concuerda, a excepción de los pacientes de 26 a 35 kilos, con la bibliografía de Adams (2003): el propofol puede inducir una suave hipotensión arterial en el perro, pero los cambios son mínimos y debidos a un fenómeno de vasodilatación relacionado con la dosis y a una disminución de la contractibilidad del miocárdica (Pagel y Warltier, 1993), además Flores, Armijo y Mediavila (2003), observan que el propofol deprime la respuesta del reflejo barroreceptor originando bradicardia que puede llegar a paro cardíaco, lo cual no ocurrió en ninguno de los casos estudiados. En cuanto al sevofluorano, Ebert et al. (1995) y Ebert (1996), indican que este fármaco no sensibiliza el corazón a las catecolaminas, reafirmando así lo demostrado en el estudio. Según la literatura el propofol y sevofluorano provocan una disminución de la frecuencia respiratoria, según la dosis utilizada y la forma de administración (bolo o infusión continua, en el caso del propofol). (Flores, Armijo, Mediavila, 2003). Esto nos indica que nuestros datos de frecuencia respiratoria se asemejan a lo dicho anteriormente, ya que la frecuencia respiratoria en anestesia de inducción y mantención cursó con bajas graduales según el tiempo de anestesia quirúrgica, sin embargo es importante mencionar que las bajas son más bruscas en los pacientes que pesan de 5-25 kilos de peso, llegando a pacientes con bajas de 12 ciclos por minuto. Los animales de 26-35 kilos poseen una frecuencia respiratoria con   una mayor desviación estándar, es decir, las frecuencia respiratorias de estos pacientes son de un  rango más amplio.
En cuanto a la oximetría de pulso, los pacientes incluidos en este informe presentaron una variación del 97 al 100%, lo que nos da a conocer que el protocolo anestésico no varía en demasía la oximetría y la mantiene en sus valores normales.
En bibliografía no se encontraron datos que pudiesen argumentar nuestro estudio.El reflejo palpebral y tusígeno fueron medidos por tiempo, tanto en pérdida como en recuperación de reflejos. El primer reflejo que desaparece, independiente del peso, es el palpebral (55,04 segundos promedio) y lo sigue el tusígeno (66,42 segundos promedio), esto ocurre principalmente por que el propofol es captado por el sistema nervioso central, provocando una inducción rápida de la anestesia (Adams, 2003), por ende la pérdida de los reflejos medidos. Es importante mencionar que la pérdida de los reflejos se produce antes en los animales que poseen un peso de 5-15 kilos.
En la anestesia de mantención la pérdida de reflejos es total, y solo se revierte cuando el animal comienza un estado de conciencia, lo que concuerda con lo expresado por Abbott laboratorios (1995): el sevofluorano  presenta un rápido incremento de la concentración alveolar del anestésico, manteniendo así el estado de inconsciencia del animal y la ausencia de reflejos.
La recuperación de los reflejos ya nombrados se producen en el siguiente promedio de tiempo: palpebral 13,27 minutos promedio, seguido del reflejo tusígeno con 18.97 minutos promedio, siendo este tiempo breve. Esto se reafirma con la literatura de Flores, Armijo y Mediavila (2003): la duración del efecto del propofol es muy breve y la recuperación después de una dosis única o tras infusión continua es muy rápida, suave  y con confusión postoperatoria mínima; así también el sevofluorano con sus bajos coeficientes sangre/gas y tejido/sangre contribuyen a una rápida recuperación de la anestesia (Abbot laboratorios, 1995).
Los resultados de los efectos secundarios que fueron positivos en el 100% de los pacientes son relajación del esfínter anal y midriasis, esto por que la atropina causa relajación del músculo liso gastrointestinal por inhibición de los efectos contráctiles de los impulsos nerviosos colinérgicos, además bloquea el músculo esfínter del iris y el músculo ciliar del cristalino inervados colinérgicamente, lo que da lugar a midriasis (dilatación pupilar) y cicloplejia (paralización de la acomodación) tras la administración tópica o sistémica (Adams, 2003).
El vómito (solo producido en etapa de preanestesia) y la micción resultaron positivos en 25 y 27 pacientes, de un total de 43, respectivamente. Aparentemente el vómito se produjo debido al efecto estimulante directo del centro emético, la xilacina induce emesis ocasionalmente en el perro, su acción puede estar mediada por los receptores opioides (Adams, 2003).
El resto de los efectos secundarios tales como, miosis, nistagmo, opistótono, convulsiones, pedaleos y defecación estuvieron ausentes en el 100% de los pacientes, lo que no concuerda con Davies (1991), quien señala que en su estudio de 7,5% (de 148 perros anestesiados con propofol solo o con diversos regímenes preanestésicos), presentaron efectos de excitación, tales como movimientos musculares espontáneos, opistótono, hiperextensión de las extremidades, jadeo, movimientos natatorios y retracción de la lengua; sin embrago tomando en cuenta el número de perros estudiados (148), nuestros 43 pacientes podrían encontrarse en los 92.5% de perros sin los efectos secundarios mencionados. También Bertram y Katzung (2005) han reportado movimientos musculares, hipotonía y en raras ocasiones temblor después del uso de propofol.El tiempo de inducción con propofol de los pacientes sometidos a este fármaco tuvo un promedio general de 55.4 segundos, siendo el tiempo máximo de 120 segundos y el mínimo de 21 segundos en pacientes que pesaban de 5 a 15 kilos, incluyendo en si todos los tiempos de los demás pacientes, es decir el rango de tiempo se mantuvo entre los 120 y 21 segundos;  esto nos reafirma la rápida inducción de la anestesia señalada en algunos textos tales como Adams (2003), inicialmente el fármaco es captado por el sistema nervioso central, provocando una inducción rápida de la anestesia.
El tiempo recuperación anestésica registrada fue de un promedio de 18,97 minutos, encontrándose un mínimo coeficiente de variación en los distintos pesos de los pacientes, ya que el rango de los 43 pacientes se mantuvo entre 29 y 11 minutos. Por ende el rápido volumen de distribución, la corta vida media y el intenso metabolismo del propofol indicado por Adams (2003), además del bajo coeficiente de partición sangre/gas y tejido/sangre, del sevofluorano (Abbott laboratorios, 1995), nos reafirman el corto tiempo de recuperación demostrado en los pacientes.
CONCLUSIONES
A través de este estudio se obtuvieron buenos resultados verificando las ventajas de los fármacos utilizados,  los cuales funcionaron de manera óptima asociados entre si:
• Xilacina-atropina: lograron una buena premedicación, relajación muscular y disminución de la salivación favoreciendo la intubación en el paciente, además hubo mínimo riesgo para el operador y paciente.
• Propopofol: proporcionó una rápida inducción anestésica seguida de un estado de inconciencia, una rápida metabolización y eliminación; además de mínimos efectos sobre el organismo del animal.
• Sevofluorano: entregó un nivel de profundidad anestésica estable, un estado de inconciencia controlada y reversible, caracterizada por la pérdida de reflejo palpebral y tusígeno. • Flunixín meglumine: proporcionó la analgesia no entregada o levemente administrada por el resto de los fármacos.
El tiempo de recuperación de la anestesia fue bastante corto, de esto se obtuvo un promedio de 18,97 minutos.
A pesar de haber aumentos y disminuciones en la frecuencia cardíaca, respiratoria y temperatura, tanto en preanestesia, inducción y mantención, hubo mínimo riesgo anestésico sobre el paciente.
Los efectos secundarios encontrados en el protocolo son mínimos, y fueron provocados principalmente por los fármacos utilizados en la preanestesia. En los 43 casos los efectos secundarios no causaron un problema mayor, ni comprometieron en ningún momento la vida del animal.
La única variable que afecta el uso del propofol es el costoso precio que este posee. El sevofluorano posee el mismo problema, además de necesitar una máquina de anestesia y un vaporizador especial para su uso.

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Autor: Dr. Claudio Simón C. M.V. D.M.P.A.
Licenciado Cristian Astudillo